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ヒト黄体細胞の二つの濃縮画分の細胞特性と機能長期培養

要約

ほとんどの種の黄体には、ステロイド形成細胞の二つの亜集団が存在する。 本研究の目的は、これらの細胞を特徴づけ、長期培養中のそれらの機能を研究することであった。 初期および後期黄体期からのヒト黄体を機械的および酵素的消化により処理し,続いて密度沈降を行った。 五つの異なる細胞バンドが得られ,そのうちの二つは大量のプロゲステロンを産生した。 これらは、密度、サイズ、ステロイド生成酵素、および数に応じて特徴付けられた。 細胞の75%以上が免疫反応性3β-ヒドロキシデヒドロゲナーゼ(3β-HSD)を発現した。 より高い密度/より小さいサイズの細胞は黄体期の間に増加した数で得られ,大きな細胞と比較してより多数であった。 基底、ヒト絨毛性ゴナドトロフィン(HCG)-、およびプロスタグランジンE2刺激培養条件の下では、プロゲステロン合成は、早期ではなく、遅く、黄体期の大細胞 後期から得られた両方の細胞画分は、初期とは対照的に、黄体期は9日間の培養期間中にそれらの基礎プロゲステロン産生を増加させた。 ヒトにおける黄体細胞単離のためのこの技術は、黄体栄養刺激に異なる応答ステロイド原性細胞の二つの異なる亜集団をもたらすと結論した。 我々はまた、後期黄体期の細胞は容易に長寿への移行を示す、9日間の期間にわたって彼らのプロゲステロン合成を増加させると結論付けている。

はじめに

月経周期の規則性と妊娠初期の維持は、正常な黄体(CL)機能に依存しています。 ほとんどの種のCLは、ある種の形態学的および機能的特徴によって区別される2つのタイプのステロイド形成細胞からなる(Fitz e t a l. ら、1 9 8 2;Rodgers and O’Shea,1 9 8 2;Rodgers e t a l. ら、1 9 8 3;Ohara e t a l. ら、1 9 8 7;Nelson e t a l., 1992; Retamales et al., 1994). 黄体細胞の二つのタイプの間の最も明白な形態学的違いは、それらのサイズであり、その結果、それらは一般的に大小黄体細胞と呼ばれています。 ウシおよびヒツジのような家畜では、両方の黄体細胞型は、in vitroで培養すると、有意な量のプロゲステロンを合成する(Fitz e t a l. ら、1 9 8 2;Rodgers and O’Shea,1 9 8 2;Rodgers e t a l. ら、1 9 8 3;Hoyer e t a l. ら、1 9 8 4;Niswender e t a l. ら、1 9 8 5;Leiら、1 9 8 6;L., 1991). プロゲステロンの基礎産生は、一般に、小さな黄体細胞と比較して大きな黄体細胞でより大きい(Rodgers et al.,1983)そして、これは彼らの超微細構造に反映されています。 しかしながら、小細胞は、通常、ヒト絨毛性ゴナドトロフィン(HCG)に曝露されたときに、プロゲステロン産生の比例的により大きな増加を示し、ステロイド生 ら、1 9 8 2;Rodgers and O’Shea,1 9 8 2;Rodgers e t a l. ら、1 9 8 3;Ohara e t a l. ら、1 9 8 7;Retamales e t a l., 1994). 末梢血中のプロゲステロン濃度の減少は、黄体溶解の最初の指標の一つである。 この初期の機能的黄体溶解段階は、黄体形成剤、すなわち HCGおよびプロスタグランジンE2(PGE2)は、in vitroでヒト黄体細胞における初期段階の黄体分解を逆転させる(Dennefors e t a l. ら、1 9 8 2;Fitz e t a l. ら、1 9 8 4;Hahlin e t a l. ら、1 9 8 8;Hagstromら、1 9 8 8;Hagstromら、, 1996). しかし、黄体溶解が主に黄体溶解因子の直接作用、黄体栄養刺激の低下、またはこれらのメカニズムの組み合わせに依存するかどうかは完全には理解されていない。

黄体細胞の二つの亜集団の機能およびそれらの異なる形態学的および機能的特性に関するほとんどの実験データは、家畜のCL細胞を用いた実験か ら、1 9 8 2;Rodgers e t a l. ら、1 9 8 3;Niswender e t a l., 1985). ヒト黄体細胞におけるこれらの特性を研究する試みはほとんどなされていない(Ohara e t a l. ら、1 9 8 7;Retamales e t a l. ら、1 9 9 4;Carrasco e t a l.,1996)そして、すべてが短期的な文化を関与しています. 黄体溶解を開始する原因となる可能性のある細胞の変化を研究するためには、より長い期間の培養が必要である。 本研究の目的は、三倍であった:(i)ヒトにおける黄体ステロイド産生細胞の二つのサブクラスの濃縮画分のような長期培養のための実験モデルを設; そして(iii)luteotrophic影響の有無にかかわらず非概念周期の間に多分予定された寿命を越える期間の延長された培養の間に細胞のステロイド形成容量を調

材料と方法

被験者

黄体(n=19)は、良性の非卵巣状態、典型的には子宮筋腫の様々なために腹部手術を受けている25-45歳の女性から得られました。 すべての女性は、スウェーデンのGöteborg大学の地元の倫理委員会によって承認された研究の前にインフォームドコンセントを与えました。

黄体の年代測定

以前の三つの月経周期のパターン、最後の月経周期の日付、排卵の症状に関する詳細な記録が取られました。 定期的な月経周期(周期の長さ25-33日)を持つ女性のみが研究に含まれていました。 女性は手術前に少なくとも3ヶ月間ホルモン治療を受けていませんでした。 Clの形態学的外観がサイクルの日付と一致するかどうかを調べるために,insitu中および切除直後のCLの総形態の評価を行った。 収集された情報に基づいて、CLは初期黄体期(排卵後0〜4日、n=7)または後期黄体期(排卵後>9日、n=9)のいずれかに分類された。 最初の細胞懸濁実験のために使用された三つのCLは日付ではなかった。 各実験群において、CLの数は、各調製物における細胞収率の変動に依存して変化する。

細胞調製

すべての手順を滅菌条件下で行った。 CLをtoto中で除去し、卵巣を出て、外科的処置の開始時に、直ちに氷冷Ca2+およびMg2+を含まないリン酸緩衝生理食塩水(PBS;Life Technologies Inc,Paisley,Scotland,UK)に入れた。 30分以内に、カプセルおよび大きな血管を除去し、続いて中央の血栓を分離した。 5mg/ml;Worthington Biochemical Corporation,Freehold,NJ,USA)およびDnase type2(5 0μ g/ml)を補充した1 0mlのPBS中に入れた。; Boehringer−Mannheim,Mannheim,Germany)を、振盪水浴(3 7℃)中で6 0分間インキュベートした。 次いで、消化された組織標本を、1 0 0μ mメッシュフィルター(Falcon(登録商標);Becton Dickinson,Franklin Lakes,NJ,USA)に通し、2 0 0gで5分間ペレット化し、1 0mlのPBS中で2回洗浄し、再び2 0 0gで5分 最後に、細胞ペレットを1mlのPBS中に再懸濁し、Percoll(登録商標)(Pharmacia−Upjohn,Uppsala,Sweden)の不連続勾配6 3%、5 4%、4 5%、2 7%および1 8%の層(密度=1.0 8 8%、1.0 7 6%、1.0 6 4%、1.0 4 1%および1%)上に層状化した。細胞を4つの界面全てから回収し、2 9 2mg/mlのl−グルタミン、1 0%ウシ胎仔血清、および5 0μ g/mlゲンタマイシンを添加した細胞培養培地(Earle’s saltsを含むminimal essential medium;Life Technologies Inc,Paisley,Scotland,UK) 各バンドからの試料を、血液細胞計で計数し、Trypan Blue排除法によって評価した。 細胞生存率は、全ての実験において<3 1 5 4>9 0%であった。

細胞集団の特性評価

最初の実験では、五つの細胞バンドすべてを48時間培養した後、馴化培地中のプロゲステロン濃度を分析した。 プロゲステロンを産生する二つの細胞バンドをフローサイトメトリーによりさらに分析した。 ステロイド産生細胞バンドのそれぞれからの1.5×106細胞を1mlのPBSに再懸濁した。 細胞を直ちにフローサイトメーター(Cytoron Absolute;Ortho,Raritan,NJ,USA)に通し、前方散乱におけるそれらの細胞サイズに基づいて計数した。 原理的には、レーザービームは、それがセルに当たるたびに散乱されます。 セルの面積、すなわちサイズが大きければ大きいほど、レーザビームの割合が大きくなります。 セルのサイズグループは、任意の単位で散乱ピークを生成しました。

後期黄体期のCLに関する一つの追加実験では、プロゲステロンを産生する二つの細胞バンドも免疫組織化学によって3β-ヒドロキシデヒドロゲナーゼ(3β-HSD)の発現に関する分析を行った。 細胞をchamberslides上で培養し、0で処理した。Mason,Edinburgh,Scotland,UKによって寛大に提供される)と共に一晩インキュベートした(4℃)、続いてPBSを3回洗浄した。 二次馬抗ウサギ抗体を用いた高感度検出キット(Vecta染色ABCキット)を用いた。 スライドは、ヘマトキシリンに対比染色し、Pertex(Histolab,Goteborg,Sweden)に装着した。 陽性染色を褐色反応生成物として可視化した。

実験手順およびアッセイ

黄体細胞(75×103細胞、0.5ml培養培地/ウェル)を24ウェル組織プレートに播種し、37℃、空気中5%CO2の雰囲気中で培養した。 実験は、培養培地(0.5ml)の最初の変更で開始した。 次の4 8時間の間に、外因性HCG(1 0〜1 0 0 0IU/l;Profasi,Serono,Rome,Italy)またはPGE2(1〜1 0 0μ g/l;Sigma,St Louis,MO,USA)の有無にかかわらず、細胞を培養した。 延長された培養の間に、添加物の有無にかかわらず培地を48時間間隔で変更した。 培養培地を分析するまで-20℃で保存した。 プロゲステロンは、<9.6%の変動のインターアッセイ係数と時間分解フルオロイムノアッセイ(Delfia;Wallac Oy、Turku、フィンランド)によって分析されました。 ウェル中のタンパク質含量は、Pierce BC A Protein Assay(Pierce、Rockford、IL、USA)によって決定した。

統計分析

各データポイントは、2つまたは3つのウェルの平均を表します。 絶対値は平均と範囲として表されます。 統計解析を実行するために、数値は対数変換されており、それによって材料の正規化と許容可能な歪度と尖度が達成されます。 対数変換された数を用いて、1×2分散分析によって統計分析を行った。 P<0.05は統計的に有意であると考えられた。 数値は平均±SEMとして与えられます。

結果

初期および後期黄体期の黄体における細胞集団

パーコール勾配で五つの異なる細胞バンドが同定された。 培地中のプロゲステロン濃度および各バンドの48時間の培養後のタンパク質content有量は、表Iに示されているさらなる調査および機能実験は、プロゲステロンを産生するために見かけの容量を有する二つの細胞バンドについて行われた。 これらの細胞は、それぞれより低い密度(1.041–1.029g/ml)およびより高い密度(1.064–1.041g/ml)の細胞である、18/27%および27/45%の界面でバンドから回収された。 3β-HSDに対する抗体による免疫組織化学染色は、各画分の細胞の>75%が陽性であったことを明らかにした。 フローサイトメトリーにより、低密度細胞のサイズ(96任意の単位の周りに前方散乱時のピーク)は、高密度細胞のサイズ(84任意の単位の周りのピーク)よりも大き これらの細胞を、以後、それぞれ、大CL細胞(LCLC)および小CL細胞(SCLC)と呼ぶ。 有意に(P=0.035)LCLCよりも多くのSCLCは、初期の黄体期に有意差は認められなかったが、後期黄体期の調製後に得られた。 SCLCは一般にLCLCよりも多かった。 取得されたSCLCの数は、後期(SCLC/後期:5.6×106細胞、範囲2.2–9.9)のCLから後期(SCLC/後期:7.6×106細胞、範囲4.4–10.3)黄体期と比較して増加したが、LCLCの数は減少した(LCLC/初期:4.2×106細胞、範囲1.1–11.3;LCLC/後期:1.8×106細胞、範囲1.2–2.8)。黄体期の経過。

短期培養における濃縮黄体細胞のプロゲステロン産生

48時間培養期間中、両方の黄体細胞タイプは、プロゲステロン合成の用量依存的増加とHCGに応答した(図1)。 初期黄体期からCLでは、プロゲステロン産生は、LCLCのための48時間の培養期間中に平均基底プロゲステロン形成と高かった92.1nmol/lとSCLCのための37.2nmol/l。 後期黄体期からのCLでは、平均基底プロゲステロン形成は、LCLCのための6.7nmol/lとSCLCのための18.3nmol/lであった。 初期黄体期からのLCLCはSCLCよりも高濃度のプロゲステロンを合成した。 黄体後期の細胞型間に差は認められなかった。 HCGによって刺激された細胞からのプロゲステロン合成は有意に大きかった(P<0。0001すべてのグループのための)濃度100IU/lおよび1000IU/lのコントロールと比較して、HCGの相対的な刺激効果は、初期黄体期よりも後期黄体期から得られた細胞 コントロールと10IU/l HCG刺激の間の有意差は、後期黄体期からの細胞についてのみ有意であった(p=0.11およびp=0.0326初期および後期細胞についてそれぞれ)。 図2は、PGE2に対するプロゲステロン合成における用量依存的応答を示す。 細胞画分間に有意差は認められなかった。 HCGに対する相依存性応答とは対照的に、PGE2に対する応答の差は、初期または後期黄体期からの細胞に認められなかった。

長期細胞培養

年齢や大きさの異なる黄体細胞の長期培養中の基礎プロゲステロン合成を図3に示します。 初期黄体期のCL細胞は,サイズに関係なく,長期培養中のプロゲステロン産生の連続的な低下を示した。 対照的に,黄体後期の細胞はプロゲステロン合成の連続的な増加を示し,これはSCLCで特に顕著であった。 初期および後期黄体期の細胞間の差は有意であった(P=0.046)。

別の実験では、タンパク質含有量を培養の1、3、5、7、9日間で測定した。 タンパク質含量は、初期および後期黄体期から両方の細胞型の培養で増加したが(図4)、増加は後期黄体期から得られた細胞で有意に大きかった(P=0.017)。

考察

小黄体細胞と大黄体細胞のサイズ分布に関する詳細な研究は、アカゲザルのようないくつかの霊長類種では、異なる細胞集団がサイズ 他の霊長類種、例えばマーモセットモンキーでは、サイズの連続的な分布が存在する(Brannian and Stouffer、1991a)。 本研究では,初期および後期黄体期のヒトC lからステロイド産生細胞の二つの異なるバンドを単離した。 これらの細胞は密度と細胞サイズの両方で異なっていたので、二つのバンドは、最も可能性の高い大と小黄体細胞の濃縮画分を表しています。 ヒト黄体細胞の同様の大きさおよび密度の関係が、黄体中期からのCL組織に存在することが報告されている(Retamales e t a l., 1994).

CLの寿命を通じて、小黄体細胞と大黄体細胞の相対比率の変化が、ウシおよびヒトCLに存在することが示唆されている(Lei et al., 1991). この変化が小細胞の肥大または小細胞の大細胞への分化によるものであるかどうかは明らかではない。 ヒツジにおいて、実験データは、黄体形成ホルモン(L H)/HCG刺激が、小黄体細胞の大細胞への変換をもたらすことを示唆している(Farin e t a l., 1988). ヒトCLの研究における画像解析システムの使用により、組織切片中の小黄体細胞と大黄体細胞の比は、初期の9:1から後期のCLで3:1に漸進的に減, 1991). 対照的に、ランダムに選択された細胞の視覚的計数の方法によって、より低く、ほぼ安定した比率が見出された(Retamales et al., 1994). 本研究では,SCLCの比例収率はCLの年齢とともに増加した。 我々の細胞画分におけるSCLC/LCLC細胞比は、初期黄体期のCLで1.3から後期に4.2に増加し、これは主に後期黄体期の間にLCLCの数の減少によるものであった。 LCLCの数の減少は、アカゲザルのCLにおける知見と一致している(Brannian and Stouffer,1991a)が、ヒトCL組織の1つの研究とは異なる(Lei et al., 1991). 私たちは、ヒト黄体細胞の比率シフトの格差の理由についてのみ推測することができます。 本研究では、酵素消化および細胞密度沈降による分離後の細胞を使用しており、実際には組織中の細胞分布をカウントしていない。 特定の細胞型の抽出は黄体期の過程で変化する可能性があり、若いCLと古いCLの組織組織、血管新生、および線維content有量の違いのために、任意の段階で特定の細胞型の保持をもたらす可能性がある。 また、細胞を組織ブロックで計数する研究では(Retamales et al.(1994)細胞分布は、分析されるCLの特定の領域に依存して異なる場合がある。 ヒトC lでは,比較的小さな黄体細胞が黄体の周囲に位置しており,これは主にインフォールドされたテカ–ルテイン領域で構成されている。 本研究では、全体のCLから得られた>75%ステロイド生成細胞とステロイド産生細胞の濃縮画分を研究しています。 細胞のSCLC画分は、それらの密度が類似しているので、内皮細胞および免疫細胞のより大きな汚染を有すると仮定することは合理的である。 この後者の事実は、免疫細胞の同時流入が報告されている後期CLからの画分中の細胞数の上昇を部分的に説明することができる(Brännström et al. ら、1 9 9 4;BrännströmおよびFridén、1 9 9 7;Duncanら、1 9 9 4;BrännströmおよびFridén、, 1998). 最近の研究では、我々のものと同様の手順によって得られたヒトステロイド産生黄体細胞を汚染する白血球の数は20%であった(Castro et al., 1998). 白血球および/または内皮細胞の様々な部分の存在は、両方の細胞型がin vitroでヒトC Lにおけるステロイド形成に影響を及ぼす因子を分泌することを考慮して、SCLCのプロゲステロン合成において観察された変動性の説明を提示する可能性がある(Emi e t a l. ら、1 9 9 1;Apa e t a l. 1998年;Castro et al. 1998年;Hashii et al., 1998).

48時間後の短期培養において、本発明者らは、LCLCと比較してSCLCのタンパク質含量が3倍高いことを指摘した(表I)。 生細胞に付着したタンパク質デブリは、この高密度画分においてより大きな程度まで濃縮される可能性がある。 延長された培養では、9日間にわたって細胞中のタンパク質含量の連続的な増加があった。 この増加は、汚染する線維芽細胞および/または内皮細胞の増殖に起因する可能性があるが、培養条件中の総細胞内タンパク質の増加を部分的に表 これは、インビボ黄体発生中のラットの大黄体細胞において以前に報告されている(Mclean e t a l., 1992). DNAまたはチミジンの取り込みの推定は、この文脈では、細胞の発達と増殖との間の識別に有益であろう。

我々の条件下では、LCLCはSCLCよりも高い基底プロゲステロン分泌を示した。 プロゲステロン合成は、lclcにおいて約3倍高かったが、これは、卵の大黄体細胞における約5倍の高濃度の以前の知見と同等である(Rodgers and O’Shea,1 9 8 2;Rodgers e t a l.,1 9 8 3;Rodgers e t a l.,1 9 8 4; ら、1 9 8 3)およびヒト卵巣由来の大小の黄体細胞に関する以前の研究に従って(Ohara e t a l.,1 9 8 3)、およびヒト卵巣由来の大小の黄体細胞に関する以前の研究に従, 1987; Retamales et al., 1994). 血清を添加したin vivoおよびin vitro条件下でのステロイド生成能のこの差の原因となる細胞機構は、コレステロール側鎖切断酵素、ステロールキャリアプロテ ら、1 9 9 2)、Starの発現(Chung e t a l. ら、1 9 9 8)、または低密度リポタンパク質(LDL)のより大きな結合(Brannian e t a l., 1995). 大細胞とは対照的に、卵およびヒト小黄体細胞の両方は、限られた基礎量のプロゲステロンを分泌するが、プロゲステロン産生の増加を伴うLH/HCG刺激に応答する能力を有する(Fitz et al. ら、1 9 8 2;Ohara e t a l. ら、1 9 8 7;Retamales e t a l., 1994). コラゲナーゼを用いても,蛋白質分解消化は細胞表面上のホルモン受容体,すなわちL h受容体の機能を損なう可能性があることは確かである。 異なる黄体細胞型に対する同じホルモン受容体に対する酵素の差動効果について推測することは困難である。 応答性の違いは、受容体数の違いによって説明される可能性が高い。 このような差異は、多くの種において観察されている(Gebarowska e t a l. ら、1 9 9 7;Takao e t a l. ら、1 9 9 7;Mamluk e t a l., 1998). しかし、我々の実験モデルでは、両方の細胞型は、おそらくLH受容体を介して、HCGに応答してプロゲステロン分泌の用量依存的な増加を示した。 興味深いことに、後期黄体期からのLCLCは、初期黄体期からの細胞画分と比較して、HCGに対するより大きな応答を示した。 この発見は、マカクザル(Brannian and Stouffer、1991b)で得られた結果に従っている。 SCLCでは、黄体年齢に関連したHCGに対する応答におけるこの差は存在しなかった。 PGE2の刺激効果は、細胞の大きさまたは黄体期に応じて異ならなかった。 CLの寿命の間にHCGとないPGE2に答える高められた感受性によって示されるようにある特定のステロイド産出の細胞がCLの救助のために準備されるようになること仮定することができます。

この研究の目的の1つは、CL救助と退行のプロセスを明らかにすることでした。 精製された黄体細胞の長期培養は、救助および退行が細胞に外部または内在する因子に依存しているかどうかを示すであろう。 この研究の主な発見は、後期黄体期からの黄体細胞は、in vivoでの非受胎サイクルにおける退行の想定時間をはるかに超えて、培養中の時間とともに基 対照的に,初期の黄体細胞では,プロゲステロン形成は培養中の時間とともに減少した。 ステロイド形成機能を維持する能力のこの不一致は、早期から後期黄体期への移行の間に、細胞が妊娠の場合にはHCGによる救助能力を獲得することを示している可能性がある。 おそらく、LHは、黄体中期の間に作用することによって、この長寿への移行を促進する。 これは、lh濃度が低いゴナドトロフィン放出ホルモン(GnRH)ダウンレギュレートサイクルにおける黄体期が、クエン酸クロミフェン-ヒト更年期性ゴナドトロフィン(Hmg)サイクルまたは自然サイクルよりも短い理由を説明することができる(Smitz et al., 1988). インテグリンおよびフィブロネクチンのようなヒトCL中の他の栄養因子もまた、相依存的変化を示す(Honda e t a l. ら、1 9 9 7)およびCL細胞におけるこの固有の変化についての説明モデルを表すことができる。 我々のデータは、このように、ヒト黄体溶解は、細胞および/または生化学的要素を含むアクティブなプロセスであるという見解と互換性があります。

表i.不連続パーコール勾配での分画後のヒト黄体(CL)細胞の異なるバンドによるプロゲステロン合成。

各バンドからの細胞をウェルに播種し、2 4時間前培養期間後に4 8時間培養した。 提示された値は、三つのCLからの平均です

セルバンド。 プロゲステロン(pmol/μ gタンパク質)。 プロゲステロン(pmol/well)。 タンパク質(μ g/ウェル)。
トップ残渣 0.3 1.5 5.0
18/27% パーコール-インターフェース 12.4 67.0 5.4
27/45% パーコールインターフェース 3.1 48.7 15.7
45/54% パーコール-インターフェース 0 0 6.2
54/63% パーコール-インターフェース 0 0 8.9
セルバンド。 プロゲステロン(pmol/μ gタンパク質)。 プロゲステロン(pmol/well)。 タンパク質(μ g/ウェル)。
トップ残渣 0.3 1.5 5.0
18/27% Percollインターフェイス 12.4 67.0 5.4
27/45% パーコール-インターフェース 3.1 48.7 15.7
45/54% パーコール-インターフェース 0 0 6.2
54/63% パーコール-インターフェース 0 0 8.9
表i.不連続パーコール勾配での分画後のヒト黄体(CL)細胞の異なるバンドによるプロゲステロン合成。

各バンドからの細胞をウェルに播種し、2 4時間前培養期間後に4 8時間培養した。 提示された値は、三つのCLからの平均です

セルバンド。 プロゲステロン(pmol/μ gタンパク質)。 プロゲステロン(pmol/well)。 タンパク質(μ g/ウェル)。
トップ残渣 0.3 1.5 5.0
18/27% パーコール-インターフェース 12.4 67.0 5.4
27/45% パーコールインターフェース 3.1 48.7 15.7
45/54% パーコール-インターフェース 0 0 6.2
54/63% パーコール-インターフェース 0 0 8.9
セルバンド。 プロゲステロン(pmol/μ gタンパク質)。 プロゲステロン(pmol/well)。 タンパク質(μ g/ウェル)。
トップ残渣 0.3 1.5 5.0
18/27% Percollインターフェイス 12.4 67.0 5.4
27/45% パーコール-インターフェース 3.1 48.7 15.7
45/54% パーコール-インターフェース 0 0 6.2
54/63% パーコール-インターフェース 0 0 8.9
図1.

初期(n=7)および後期(n=4)黄体期黄体から得られた大黄体細胞(LCLC)および小黄体細胞(SCLC)からの条件培地中のプロゲステロン濃度。 細胞を、異なる濃度のヒト絨毛性ゴナドトロフィン(HCG)(1 0、1 0 0、1 0 0 0IU/l)で4 8時間培養した。 プロゲステロン(P)濃度(nmol/l)をlog形質転換した。 P値は、対照細胞(LCLC+SCLC)と処理された細胞(LCLC+SCLC)との間の差異を指す。 初期黄体期のp<0.0001(小細胞対大細胞)およびP=0。1128(小さい対大きい細胞)遅い黄体段階のため。

図1.

初期(n=7)および後期(n=4)黄体期黄体から得られた大黄体細胞(LCLC)および小黄体細胞(SCLC)からの条件培地中のプロゲステロン濃度。 細胞を、異なる濃度のヒト絨毛性ゴナドトロフィン(HCG)(1 0、1 0 0、1 0 0 0IU/l)で4 8時間培養した。 プロゲステロン(P)濃度(nmol/l)をlog形質転換した。 P値は、対照細胞(LCLC+SCLC)と処理された細胞(LCLC+SCLC)との間の差異を指す。 初期黄体期ではp<0.0001(小細胞対大細胞)、後期黄体期ではP=0.1128(小細胞対大細胞)。

図2.

初期(n=7)および後期(n=4)黄体期黄体から得られた大黄体細胞(LCLC)および小黄体細胞(SCLC)からの条件培地中のプロゲステロン(P)濃度。 細胞を、異なる濃度のプロスタグランジンE2(PGE2)(1、1 0、1 0 0μ g/l)で4 8時間培養した。 プロゲステロン濃度(nmol/l)をlog形質転換した。 P値は、対照細胞(LCLC+SCLC)と処理された細胞(LCLC+SCLC)との間の差異を指す。 初期の黄体期ではp=0.0005(小細胞対大細胞)、後期の黄体期ではP=0.0451(小細胞対大細胞)であった。

図2.

初期(n=7)および後期(n=4)黄体期黄体から得られた大黄体細胞(LCLC)および小黄体細胞(SCLC)からの条件培地中のプロゲステロン(P)濃度。 細胞を、異なる濃度のプロスタグランジンE2(PGE2)(1、1 0、1 0 0μ g/l)で4 8時間培養した。 プロゲステロン濃度(nmol/l)をlog形質転換した。 P値は、対照細胞(LCLC+SCLC)と処理された細胞(LCLC+SCLC)との間の差異を指す。 初期の黄体期ではp=0.0005(小細胞対大細胞)、後期の黄体期ではP=0.0451(小細胞対大細胞)であった。

図3.

初期(n=5)および後期(n=8)黄体期からの大黄体細胞(LCLC)および小黄体細胞(SCLC)の長期培養中の基底プロゲステロン(P)合成。 細胞を各ウェルに接種し、24時間前培養期間の9日後まで培養した。 1日目は、細胞タイプごとに100%に設定されています。 開いたバーはLCLCを表し、塗りつぶされたバーはSCLCを表します。 値は平均±SEMとして与えられます

図3.

初期(n=5)および後期(n=8)黄体期からの大黄体細胞(LCLC)および小黄体細胞(SCLC)の長期培養中の基底プロゲステロン(P)合成。 細胞を各ウェルに接種し、24時間前培養期間の9日後まで培養した。 1日目は、細胞タイプごとに100%に設定されています。 開いたバーはLCLCを表し、塗りつぶされたバーはSCLCを表します。 値は平均±SEMとして与えられます

図4.

初期および後期黄体期からの大黄体細胞(LCLC)および小黄体細胞(SCLC)の長期培養中のウェルあたりの総累積タンパク質content有量。 細胞を各ウェルに接種し、24時間前培養期間の9日後まで培養した。 1日目は、細胞タイプごとに100%に設定されています。 充填された記号は、黄体後期からの細胞および黄体初期からの開いた記号細胞を表す。

図4.

初期および後期黄体期からの大黄体細胞(LCLC)および小黄体細胞(SCLC)の長期培養中のウェルあたりの総累積タンパク質content有量。 細胞を各ウェルに接種し、24時間前培養期間の9日後まで培養した。 1日目は、細胞タイプごとに100%に設定されています。 充填された記号は、黄体後期からの細胞および黄体初期からの開いた記号細胞を表す。

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対応がで対処されるべきである誰に: カリフォルニア大学サンディエゴ校生殖医療学科9500Gilman Drive,La Jolla,CA92093-0633,USA

私たちは、この原稿の準備のための優れた科学的助言のために、サンディエゴ大学のGregory Erickson教授に感謝します。 この研究は、スウェーデン医学研究評議会(M.H.への11237およびM.B.への11607の助成金)、Göteborg大学医学部、Göteborg医師会、およびMerchant Hjalmar Svensson Foundationからの助成金によって支援されました。

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